骆驼脏器组织单核细胞分离液试剂盒

规格：3×200 mL/kit

保存：本产品对光敏感，应该室温避光储存，保质期 2 年。无菌开封后，保存于室温。 

组成：
各种动物脏器组织单个核细胞分离液 200mL
全血及组织稀释液 200mL
细胞洗涤液 200mL

单个核细胞分离方法
1. 制备脏器组织的单细胞悬液。
2. 取一支适当的离心管，加入与脏器组织单细胞悬液等量的分离液（分离液最少不得少于3 mL，总体积不能超
过离心管的三分之二，否则会影响分离效果）。
3. 小心吸取单细胞悬液加于分离液液面上，注意保持两液面界面清晰。（可以使用巴氏德吸管吸取单细胞悬液，
然后小心的平铺于分离液上，因为两者的密度差异，将形成明显的分层界面。）
4. 室温，500~900g，离心20~30min。（根据脏器组织单细胞悬液的量
确定离心条件，单细胞悬液量越大，离心力越大，离心时间越长，
具体离心条件可以自行摸索，以达到最佳分离效果）。
5. 离心后，此时离心管中由上至下细胞分四层。第一层为稀释液层；
第二层为环状乳白色单个核细胞层；第三层为透明分离液层；第四
层为红细胞层。
6. 用吸管小心吸取第二层环状乳白色单个核细胞层至另一洁净的
15mL离心管中，向离心管中加入10ml细胞洗涤液洗涤白膜层细胞，
250g，离心10min。
7. 弃上清，5mL的PBS或细胞清洗液重悬细胞，250g，离心10min。
8. 重复步骤7
9. 弃上清，细胞重悬备用。 

脏器组织单细胞悬液的制备方法

脏器组织研磨的方法：
1. 无菌条件下摘取脏器组织，撕去被膜，用眼科剪将脏器组织剪成小块。
2. 将尼龙筛网或者是细胞过滤筛放置于平皿上，加入少量全血及组织稀释液（保证脏器组织及获得的细胞处于
液体环境中）。
3. 将脏器组织放置于筛网上，使用注射器活塞或者是无菌镊子来研磨脏器组织（尽量控制研磨力度，保持筛网
悬空，避免在皿底上直接研磨而造成大批细胞死亡）
4. 研磨完全后使用全血及组织稀释液冲洗筛网，收集细胞悬液，再经滤网过滤。
分层示意图

注：
A. 可用酶消化法，使用胶原酶对脏器组织组织进行消化，得到单细胞悬液。
B. 如果最终得到的细胞需要培养，那全过程所需试剂与器材均要求无菌。
C. 根据脏器组织的体积控制单细胞悬液的浓度在1亿~10亿个/ml。
 
注意事项：
A. 开封前颠倒混匀，本分离液为无菌产品，为延长分离液保存时间，请在无菌条件下启封，避免微生物污染。
B. 分离液使用时应始终保持室温（18℃~25℃），如室内温度较低，可将分离液预热。4℃或者是温度较低的条
件下离心，可能会导致白膜层中红细胞污染加重。
C. 待分离的组织要求新鲜，避免冷冻和冷藏。
D. 部分塑料制品（如聚苯乙烯）因其带有的静电作用，可能会导致细胞挂壁影响分离效果。
E. 如果要进一步对分离的细胞进行培养，那在制备单细胞悬液和分离过程中，注意无菌操作，避免微生物污染。

参考文献：
1. Boyum A. Separation of leucocytes from blood and bone marrow. Scand J Clin Lab Invest Suppl. 1968; 97: 7. 
2. Ting A, Morris PJ. A technique for lymphocyte preparation from stored heparinized blood. Vox Sang. 1971 Jun;
20(6): 561-3. 
3. Boyum A. Separation of Blood Leucocytes, Granulocytes and Lymphocytes Tissue Antigens. 1974; 4(4): 269-74. 
4. Weisbart RH, Webb WF, Bluestone R, Goldberg LS. A simplified method for lymphocyte separation. Vox
Sang. 1972; 23(5): 478-80. 

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